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研究用

リン酸化タンパク質のWB用ブロッキング剤PhosphoBLOCKER™ ブロッキング試薬

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PhosphoBLOCKER™ ブロッキング試薬は、S/N(signal-to-noise ratio)比を最大化することで、優れたブロッキング効果を発揮します。とりわけ、発現レベルの低いリン酸化タンパク質のウェスタンブロット検出に有用です。

背景

リン酸化タンパク質のブロッキング剤について

タンパク質のリン酸化-脱リン酸化は、遺伝子発現、細胞接着、細胞周期、細胞増殖、分化等、タンパク質の機能的特性を調節する主なシグナル機構の一つです。タンパク質は、タンパク質キナーゼにより特定のセリン、スレオニン、もしくはチロシンがリン酸化されます。
ウェスタンブロッティングでリン酸化タンパク質特異的抗体を用いることは、シグナル伝達研究分野では一般的となっています。しかしながら、高濃度の抗体を 用いたり暴露時間を延長したりしても、様々な細胞溶解液中の低レベルの内因性リン酸化タンパク質が検出されないことがしばしばあります。

最も広く用いられているウェスタンブロットのブロッキング剤(ドライミルク、血清等)は、メンブレン上の未反応部位をブロックするのには十分で、アッセイ中の抗体の非特異的な結合を減らしますが、ブロッティング中に、リン酸化タンパク質抗原を保護するようにはデザインされていません。

特長

PhosphoBLOCKER™は、リン酸化タンパク質の検出において、従来のウェスタンブロットのブロッキング剤(ドライミルクや血清等)での問題を解消するべく独自にデザインされており一般的なブロッキング剤と比べて、次のような特長があります。

  • ドライミルクや血清よりも優れたブロッキング試薬
  • バックグラウンドを高めることなく、低レベルのリン酸化タンパク質シグナルを増幅
  • ウエスタンブロット操作中もリン酸化タンパク質抗原を保持
  • プレミックスの乾燥粉末タイプなので、TBST・PBSTで溶解するだけ

使用方法

TBST もしくはPBSTで、PhosphoBLOCKER™を5%濃度になるように調製します。

調製した5%溶液を、ブロットのブロッキングに使用してくださ い。また、ブロットをプロービングする際に、使用する一次抗体および二次抗体の希釈として5% PhosphoBLOCKER™溶液を用いてください。

製品データ

図A549細胞溶解液中のリン酸化p38のウェスタンブロッティング
図A549細胞溶解液中のリン酸化p38のウェスタンブロッティング
A549細胞溶解液を、ドライミルクもしくはPhosphoBLOCKER™でブロッキングした後、リン酸化p38抗体で検出した。

お客様の声

PhosphoBLOCKER® を評価した結果を、お客様にご寄稿いただきました。

PhosphoBLOCKER™ ブロッキング試薬

品名 メーカー 品番 包装 希望販売価格
PhosphoBlockerTM Blocking Reagent詳細データ CBL AKR-104 4 L
[200g]
¥114,000
PhosphoBlockerTM Blocking Reagent詳細データ CBL AKR-103 1 L
[50g]
¥48,000

使用実績多数!

  1. Inserte, J. et al. (2014). Delayed phospholamban phosphorylation in post-conditioned heart favours Ca2+ normalization and contributes to protection.  Cardiovasc Res103:542-553.
  2. Marques, J. et al. (2013). CRMP2 Tethers Kainate Receptor Activity to Cytoskeleton Dynamics during Neuronal Maturation. J. Neurosci. 33:18298-18310.
  3. Ferreira, E. et al. (2013). Inflammatory Cytokines Induce a Unique Mineralizing Phenotype in Mesenchymal Stem Cells Derived from Human Bone Marrow. J. Biol. Chem. 288:29550-29561.
  4. Inserte, J. et al. (2013). Activation of cGMP/Protein Kinase G Pathway in Postconditioned Myocardium Depends on Reduced Oxidative Stress and Preserved Endothelial Nitric Oxide Synthase Coupling. JAHA. 2:e005975.
  5. Ishii, K. et al. (2012). Serratia marcescens Induces Apoptotic Cell Death in Host Immune Cells via a Lipopolysaccharide- and Flagella-dependent Mechanism. J. Biol. Chem. 287: 36582-36592.
  6. Rosich, L. et al. (2012). Counteracting Autophagy Overcomes Resistance to Everolimus in Mantle Cell Lymphoma. Clin. Cancer Res. 18: 5278-5289.
  7. Naraoka, T. et al. (2012). Time-Dependent Gene Expression and Immunohistochemical Analysis Ofthe Injured Anterior Cruciate Ligament. Bone and Joint Res. 1: 238-244.
  8. Martinez, P. et al. (2012). 53BP1 Deficiency Combined with Telomere Dysfunction Activates ATR-Dependent DNA Damage Response. J.Cell.Biol. 197:283-300.
  9. Kasuboski, J.M. et al. (2011). Zwint-1 is a Novel Aurora B Substrate Required for the Assembly of a Dynein-binding Platform on Kinetochores. Mol. Biol. Cell. 22:3318-3330
  10. Ishii, K. et al. (2010). Insect Cytokine Paralytic Peptide (PP) Induces Cellular and Humoral Immune Responses in the Silkworm Bombyx mori. J. Biol. Chem. 285:28635-28642.
  11. Song, A. et al. (2010). A C. Elegans eIF4E-Family Member Upregulates Translation at Elevated Temperatures of MRNAs Encoding MSH-5 and Other Meiotic Crossover Proteins. J.Cell Sci. 123:2228-2237. 
  12. Ramakrishnan, R. et al. (2009). Characterization of Cdk9 T-Loop Phosphorylation in Resting and Activated CD4+ T Lymphocytes. J. Leukoc. Biol. 86:1345-1350.

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