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E3ユビキチンリガーゼMdm2によるがん抑制遺伝子p53の翻訳後制御
CYTOSKELETON NEWS 2017年7月号

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E3ユビキチンリガーゼMdm2によるがん抑制遺伝子p53の翻訳後制御

E3ユビキチンリガーゼ(Mdm2: murine double minute 2; ヒト相同体, Hdm2)は、その発がん性活性でよく知られ、強力な腫瘍抑制因子p53の主要な制御因子です1,2。さらに、Mdm2はp53非依存的な発がん性タンパク質としても機能すると考えられています3。Mdm2は2つの経路を通じてp53による遺伝子発現を抑制することができます。一つはp53への直接結合による転写活性抑制、もう一つは自身のE3リガーセ活性を介したユビキチン媒介型分解です4。しかしながら、Mdm2の直接結合によるp53抑制の有効性は疑問視されています5

正常なストレスのない状況下では、Mdm2はp53のアポトーシス/細胞死転写活性をしっかりと制御するため、p53発現と活性を最低レベルに維持しています。細胞ストレス下では、Mdm2によるp53のユビキチン化が停止し、p53がアポトーシス遺伝子や細胞成長阻害に関与する遺伝子の転写を活性化できます。数々の研究において、この事象はMdm2の自己ユビキチン化による自己阻害によるものであると結論付けられています。しかしながら、この説は当初考えられていたものよりさらに複雑で 5、複数の翻訳後修飾(PTM)が関与していることが分かってきました。本稿では、ユビキチン化、SUMO化、リン酸化、およびアセチル化によるMdm2の制御に関して論じていきます6-8(図1)。

MDM2のユビキチン化とSUMO化

Mdm2は少なくとも部分的にMdm2自身によりユビキチン化され(自己ユビキチン化、ほとんどのE3リガーゼに共通)、その後、不安定化して分解されます1-3(図1)。しかし、Mdm2のE3ユビキチンリガーゼ活性は必ずしもMdm2分解に必要ないことから、自己ユビキチン化がMdm2分解の唯一の手段では無いことが示唆されます5。他にも、Mdm2をユビキチン化して安定性を制御するp300-CBP関連因子(PCAF)といったE3リガーゼ活性をもつ候補タンパク質が存在します9

Mdm2のポリユビキチン化により自身のE3リガーゼ活性が活性化され、この修飾によりp53のポリユビキチン許容量が著しく促進されるという報告があり、Mdm2活性制御におけるユビキチン化の役目はさらに複雑なものであるようです10。興味深いことに 、"モノ"ではなく"ポリ"ユビキチン化によりMdm2のE3リガーゼ活性が上方制御されています10。これらの知見より、自己ポリユビキチン化は分解の合図にすぎないという仮説が立てられました10。タンパク質はSUMO化により、安定性を変えたり、局在化したり、タンパク質間で相互作用をするようになったり、DNA結合/トランス活性化をするようになったりします11。 Mdm2はSUMO E3リガーゼであるUbc9、PIAS1、RanBP2によりSUMO1修飾を受けます12,13(図1)。核内移行にともない、Mdm2はRanBP2によりSUMO1修飾を受け、さらにPIASによりSUMO化され、これにより核内でp53が安定して豊富に存在するようになります13。紫外線照射でMdm2のSUMO化が減少することから分かるように、このSUMO修飾はストレスにより逆方向に起こるよう誘発されます12。 SUMO化されたMdm2は自己ユビキチン化を最小限に抑え、p53に対するE3リガーゼ活性を最大化させます12。これは、SUMOとユビキチン修飾が相互に排他的かつ競合的であるとのとの見解と一致します。

 

 

図1. Mdm2での翻訳後修飾

Mdm2は複数の部位修飾を経てp53への結合と、p53またはMdm2自身のプロテアソーム分解を制御する。
Acidic: 酸性ドメイン、Zinc: ジンクフィンガー、RING: RINGフィンガー、NLS: 核移行シグナル、NES: 核外移送シグナル

Mdm2の複数部位でのリン酸化

複数部位がリン酸化された Mdm2のアミノ酸は、およそ20%がセリンとスレオニン残基で構成されており、これらの多くが複数のキナーゼによりリン酸化されています(図1)。これらはN末端と中央ドメインの2つの全く異なる部位において重度にクラスター化されています14。Mdm2のリン酸化は主にp53との相互作用により微調整されています。毛細血管拡張性小脳失調症変異(ATM: Ataxia-talangiectasia mutated)キナーゼが媒介して、Mdm2のS395残基がリン酸化されることにより、Mdm2が不安定化され、p53分解が低減されます。一方で、PI3-K/Aktが媒介して、Mdm2のS166とS186残基がリン酸化されると、Mdm2は安定化し、p53は不安定化します3, 6, 15(図1)。遺伝毒性ストレスを受け、DNA依存性タンパク質キナーゼ(DNA-PK)がMdm2のS17残基がリン酸化されると、Mdm2からp53が引き離されます16。予想されたように、タンパク質脱リン酸化酵素1D (PPM1D:野生型p53誘導型脱リン酸化酵素1としても知られる)が媒介して、リン酸化されたS395が脱リン酸化されることでMdm2が安定化され、p53の分解が促進されます17(図1)。

Mdm2のアセチル化

さらにMdm2は、in vitroではCREB結合タンパク質(CBP)とp300によって、in vivoではCBPによって、アセチル化されます。このアセチル化はC末端RINGフィンガードメインにおいて主に生じます8,18。これらのデータより、アセチルトランスフェラーゼがMdm2を不活性化することで間接的に細胞内p53活性に対して正の制御を行っている可能性が示唆されます。p300によるin vitroでのアセチル化もまた、Mdm2の中央ドメイン(124-246アミノ酸)において生じます18

最近、核移行シグナル内の2つのリジン残基 (K182とK185)におけるアセチル化が同定されました7(図1)。正常なストレスのない状況下では 、p300がMdm2のK182とK185をアセチル化することで、脱ユビキチン化酵素HAUSP(ヘルペスウイルス関連ユビキチン特異的タンパク質分解酵素)のMdm2への結合が促進されます。これらの修飾(アセチル化と、おそらく脱ユビキチン化)によりMdm2が安定化されて自己ユビキチン化から保護されますが、これはp53活性阻害が増大することと比例します。遺伝毒性によるストレスをかけると、脱アセチル化酵素SIRT1が活性化され、これら部位におけるSIRT1媒介型の脱アセチル化により、Mdm2の自己ユビキチン化が促進されてp53安定性が増し、続いてp53活性が増大します7,19。したがって、K182とK185におけるp300媒介型アセチル化とSIRT1 媒介型脱アセチル化により、Mdm2の機能の安定性が調節され(HAUSPの介助を得て)、p53活性を調節する分子スイッチとして機能します7(図1)。

まとめ

翻訳後修飾 (PTM) は、タンパク質の機能、局在、および安定性の調節因子としてよく知られています。Mdm2の場合では、ユビキチン化、SUMO化、リン酸化、およびアセチル化修飾により、それぞれ個別に、そして、お互いに応答し合ってMdm2の機能と安定性を制御しています。したがって、様々な種類や強度の細胞ストレスを受けて、p53が引き起こす細胞の生死を、Mdm2が正確かつ迅速にコントロールすることが可能となっています。

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参考文献
  1. Karni-Schmidt O. et al. 2016. The roles of MDM2 and MDMX in cancer. Annu. Rev. Pathol. 11, 617-644.
  2. Wade M. et al. 2013. MDM2, MDMX and p53 in oncogenesis and cancer therapy. Nat. Rev. Cancer. 13, 83-96.
  3. Iwakuma T. and Lozano G. 2003. MDM2, an introduction. Mol. Cancer Res. 1, 993-1000.
  4. Momand J. et al. 1992. The mdm-2 oncogene product forms a complex with the p53 protein and inhibits p53-mediated transactivation. Cell. 69, 1237-1245.
  5. Itahana K. et al. 2007. Targeted inactivation of Mdm2 RING finger E3 ubiquitin ligase activity in the mouse reveals mechanistic insights into p53 regulation. Cancer Cell. 12, 355-366.
  6. Meek D.W. and Knippschild U. 2003. Posttranslational modification of MDM2. Mol. Cancer Res. 1, 1017-1026.
  7. Nihira N.T. et al. 2017. Acetylation-dependent regulation of MDM2 E3 ligase activity dictates its oncogenic function. Sci. Signal. DOI: 10.1126/scisignal.aai8026.
  8. Wang X. et al. 2004. Inhibition of p53 degradation by Mdm2 acetylation. FEBS Lett. 561, 195-201.
  9. Linares L. et al. 2007. Intrinsic ubiquitination activity of PCAF controls the stability of the oncoprotein Hdm2. Nat. Cell Biol. 9, 331-338.
  10. Ranaweera R.S. and Yang X. 2013. Auto-ubiquitination of Mdm2 enhances its substrate ubiquitin ligase activity. J. Biol. Chem. 288, 18939-18946.
  11. Geiss-Friedlander R. and Melchior F. 2007. Concepts in sumoylation: a decade on. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 8, 947-956.
  12. Buschmann T. et al. 2001. The Mdm-2 amino terminus is required for Mdm2 binding and SUMO-1 conjugation by the E2 SUMO-1 conjugating enzyme Ubc9. J. Biol. Chem. 276, 40389-40395.
  13. Miyauchi Y. et al. 2002. Sumoylation of Mdm2 by protein inhibitor of activated STAT (PIAS) and RanBP2 enzymes. J. Biol. Chem. 277, 50131-50136.
  14. Hay T.J. and Meek D.W. 2000. Multiple sites of in vivo phosphorylation in the MDM2 oncoprotein cluster within two important functional domains. FEBS Lett. 478, 183-186.
  15. Mayo L.D. and Donner D.B. 2001. A phosphatidylinositol 3-kinase/Akt pathway promotes translocation of Mdm2 from the cytoplasm to the nucleus. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 98, 11598-11603.
  16. Mayo L.D. et al. 1997. Mdm-2 phosphorylation by DNA-dependent protein kinase prevents interaction with p53. Cancer Res. 57, 5013-5016.
  17. Lu X. et al. 2008. The Wip1 phosphatase and Mdm2: cracking the "Wip" on p53 stability. Cell Cycle. 7, 164-168.
  18. Kawai H. et al. 2001. Dual role of p300 in the regulation of p53 stability. J. Biol. Chem. 276, 45928-45932.
  19. Michael D. and Oren M. 2003. The p53-Mdm2 module and the ubiquitin system. Semin. Cancer Biol. 13, 49-58.

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